РОЗРОБКА ТА ОПТИМІЗАЦІЯ МУЛЬТИФУНКЦІОНАЛЬНОГО БІОСЕНСОРА ДЛЯ ВИЗНАЧЕННЯ КОНЦЕНТРАЦІЇ ПІРУВАТУ ТА/АБО АКТИВНОСТІ АЛТ У ВОДНИХ ЗРАЗКАХ
DOI:
https://doi.org/10.18524/1815-7459.2025.1.325653Ключові слова:
аналітична хімія, біосенсор, піруват оксидаза, аланін амінотрансфераза, ензим, амперометріяАнотація
В роботі розроблено та оптимізовано амперометричний біосенсор для високочутливого та селективного визначення концентрації пірувату та показано принципову можливість його використання для аналізу активності аланін амінотрансферази (АЛТ). Як перетворювач було використано платиновий дисковий електрод, біоселективний елемент створено на основі ензиму піруватоксидаза та фотополімеру PVA-SBQ. В роботі проаналізовано вплив параметрів розчину (буферна ємність, рН, йонна сила), вивчено селективність біосенсора відносно інтерферуючих речовин та відтворюваність відгуків (RSD = 12,66%). Також було проаналізовано основні аналітичні характеристики біосенсора (лінійний діапазон 10–500 мкМ пірувату, чутливість 66 нА/мМ, межа визначення 1,57 мкМ). Отримані дані свідчать про перспективність застосування розробленого біосенсора для визначення пірувату у біологічних зразках. Зрештою було побудовано калібрувальну криву величини відгуку розробленого піруват-чутливого біосенсора від вмісту АЛТ.
Посилання
L. R. Gray, S. C. Tompkins, E. B. Taylor. Regulation of pyruvate metabolism and human disease // Cell. Mol. Life Sci., 71, pp. 2577–2604 (2014).
Q. Jin. Energy conservation of anaerobic respiration // Am. J. Sci., 312(6), pp. 573–628 (2012).
J. R. Williamson, R. H. Cooper. Regulation of the citric acid cycle in mammalian systems // FEBS Lett., 117, pp. K73-K85 (1980).
K. Hayamizu. Amino acids and energy metabolism: an overview // Sustained Energy for Enhanced Human Functions and Activity, pp. 339–349 (2017).
D. A. Cappel, S. Deja, J. A. Duarte et al. Pyruvate-carboxylase-mediated anaplerosis promotes antioxidant capacity by sustaining TCA cycle and redox metabolism in liver // Cell Metab., 29(6), pp. 1291–1305 (2019).
I. Gout. Coenzyme A, protein CoAlation and redox regulation in mammalian cells // Biochem. Soc. Trans., 46(3), pp. 721–728 (2018).
C. A. Burtis, E. R. Ashwood, D. E. Bruns. Tietz Textbook of Clinical Chemistry and Molecular Diagnostics. 5th ed. Saunders, Elsevier Medicine (2011).
MedGen – Increased serum pyruvate (Concept Id: C1849488). https://www.ncbi.nlm.nih.gov/medgen/376596
A. G. Feldman, R. J. Sokol, R. M. Hardison et al. Lactate and lactate: pyruvate ratio in the diagnosis and outcomes of pediatric acute liver failure // J. Pediatr., 182, pp. 217–222 (2017).
M. Oh, S. A. Kim, H. J. Yoo. Higher lactate level and lactate-to-pyruvate ratio in autism spectrum disorder // Exp. Neurobiol., 29(4), pp. 314 (2020).
F. G. Debray, G. A. Mitchell, P. Allard et al. Diagnostic accuracy of blood lactate-topyruvate molar ratio in the differential diagnosis of congenital lactic acidosis // Clin. Chem., 53(5), pp. 916–921 (2007).
M. Suistomaa, E. Ruokonen, A. Kari, J. Takala. Time-pattern of lactate and lactate topyruvate ratio in the first 24 hours of intensive care emergency admissions // Shock, 14(1), pp. 8–12 (2000).
R. Rimachi, F. B. De Carvahlo, C. Orellano-Jimenez et al. Lactate/pyruvate ratio as a marker of tissue hypoxia in circulatory and septic shock // Anaesth. Intensive Care, 40(3), pp. 427–432 (2012).
Y. Altunkaynak, M. Ozturk, D. H. Ertem et al. Serum lactic acid and pyruvic acid levels in patients with migraine and tension-type headache // Dusunen Adam J. Psychiatry Neurol. Sci., 26(3), pp. 276 (2013).
K. Moriles, M. Zubair, S. Azer. Alanine Aminotransferase (ALT) Test // StatPearls (2024).
R. J. Henry, N. Chiamori, O. J. Golub, S. Berkman. Revised spectrophotometric methods for the determination of glutamic-oxalacetic transaminase, glutamic-pyruvictrans aminase, and lactic acid dehydrogenase // Am. J. Clin. Pathol., 34(4_ts), pp. 381–398 (1960).
T. Laursen, P. F. Hansen. A fluorimetric method for measuring the activity in serum of the enzyme glutamic pyruvic transaminase // Scand. J. Clin. Lab. Invest., 10(1), pp. 53–58 (1958).
A. Zhu, R. Romero, H. R. Petty. A sensitive fluorimetric assay for pyruvate // Anal. Biochem., 396(1), pp. 146–151 (2010).
G. Wu, L. Jiang, J. Guo et al. The study of alanine transaminase activity in tissues of silkworm (Bombyx mori) via direct analysis in real-time (DART) mass spectrometry // Molecules, 28(10), 4131 (2023).
F. Wolff, C. El Khattabi, F. Bourdon, D. Willems. Comparison of high-performance liquid chromatography with fluorescence detection versus enzymatic assay to measure blood pyruvate in clinical practice // Clin. Biochem., 42(10–11), pp. 1099–1103 (2009).
C. S. Pundir, M. Malik, R. Chaudhary. Quantification of pyruvate with special emphasison biosensors: A review. Microchem. J., 146, pp. 1102–1112 (2019).
B. F. Howell, S. McCune, R. Schaffer. Lactate-to-pyruvate or pyruvate-to-lactate assay for lactate dehydrogenase: a re-examination. Clin. Chem., 25(2), pp. 269–272 (1979).
L. Yang, N. Wu, R. Bai et al. Anovel strategy for the detection of pyruvate infermentation processes based on well-distributed enzyme-inorganic hybrid nanoflowers on thiolgraphene modified gold electrodes. Electrochim. Acta, 427, p. 140855 (2022).
M. Jamal, O. Worsfold, T. McCormac, E. Dempsey. A stable and selective electrochemical biosensor for the liver enzyme alanine aminotransferase (ALT). Biosens. Bioelectron., 24(9), pp. 2926–2930 (2009).
J. B. la Cour, S. Generelli, L. Barbe, O. T. Guenat. Low-cost disposable ALT electrochemical microsensors for in-vitro hepatotoxic assessment. Sens. Actuators B: Chem., 228, pp. 360–365 (2016).
C. J. Hsueh, J. H. Wang, L. Dai, C. C. Liu. Determination of alanine aminotransferase with an electrochemical nano Ir-C biosensor for the screening of liver diseases. Biosensors, 1(3), pp. 107–117 (2011).
Y. Zhao, X. Geng, X. Zhou et al. A novel high-stability bioelectrochemical sensor based on sol-gel immobilization of lactate dehydrogenase and AuNPs-rGO signal enhancement for serumpyruvate detection. Anal. Chim. Acta, 1265, p. 341335 (2023).
D. Jiang, C. Li, T. Liu et al. A regular nanostructured dithiolene metal complex film for ultrasensitive biosensing of liver enzyme. Sens.Actuators B: Chem., 241, pp. 860–867 (2017).
R. J. Leote, M. E. Ghica, C. M. Brett. Pyruvateoxidase biosensors based on glassy carbonelectrodes modified with carbon nanotubes and poly(neutral red) synthesized in ethaline deep eutectic solvent. Electroanalysis, 34(4), pp. 724–734 (2022).
J. Wang. Carbon nanotube based electrochemical biosensors: A review. Electroanalysis, 17(1), pp. 7–14 (2005).
M. S. Kilic, İ. Dikkulak, S. K. Uru. Anovel polycaprolactone film-coated electrode incorporating aluminum nanoparticles for pyruvate biosensing in clinical diagnosis. Microchem. J., 204, p. 111083 (2024).
M. Malik, R. Chaudhary, C. S. Pundir. An improved enzyme nanoparticles based amperometric pyruvate biosensor for detection of pyruvate in serum. Enzyme Microb. Technol., 123, pp. 30–38 (2019).
C. J. Hsueh, J. H. Wang, L. Dai, C. C. Liu. Determination of alanine aminotransferase with an electrochemical nano Ir-C biosensor for the screening of liver diseases. Biosensors, 1(3), pp. 107–117 (2011).
C. A. Cordeiro, M. G. De Vries, T. I. Cremers, B. H. Westerink. The role of surface availability in membrane-induced selectivity for amperometric enzyme-based biosensors. Sens. Actuators B: Chem., 223, pp. 679–688 (2016).
T. N. T. Thuy, T. T. C. Tseng. A micro-platinum wire biosensor for fast and selective detection of alanine aminotransferase. Sensors, 16(6), p. 767 (2016).
O. V. Soldatkina, I. S. Kucherenko, V. M. Pyeshkova et al. Improvement of amperometric transducer selectivity using nanosized phenylenediamine films. Nanoscale Res. Lett., 12, pp. 1–8 (2017).
D. O. Mruha, D. Yu. Kucherenko, T. O. Borisova et al. Rozrobka ta optymizatsiia konstruktsii amperometrychnoho biosensora na osnovi hlutamatoksydazy dlia analizu hlutamatuv syrovattsi krovi. Sens. Electron. Microsyst. Technol., 17(2), pp. 35–49 (2020).
C. M. Ferreira, I. S. Pinto, E. V. Soares, H. M. Soares. (Un)suitability of the use of pH buffers in biological, biochemical and environmental studies and their interaction with metal ions – a review. RSC Adv., 5(39), pp. 30989–31003 (2015).
N. Nezafati, F. Moztarzadeh, S. Hesaraki. Surface reactivity and in vitro biological evaluation of sol gel derived silver/calcium silicophosphate bioactive glass. Biotechnol. Bioprocess Eng., 17, pp. 746–754 (2012).
R. Heyrovská. Equations for Densitiesand Dissociation Constant of NaCl(aq) at 25 °C from ‘Zero to Saturation’ Based on Partial Dissociation. J. Electrochem. Soc., 144(7), pp. 2380–2384 (1997). https://doi.org/10.1149/1.1837822
Increased serum pyruvate (Concept Id: C1849488) – MedGen – NCBI. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/medgen/376596
##submission.downloads##
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.
Авторське право на публікації переходить Видавцю.
